Индукция образования синапсов путем синтеза нейротрансмиттеров de novo

Nature Communications, том 13, номер статьи: 3060 (2022) Цитировать эту статью

8981 Доступов

2 цитаты

211 Альтметрика

Подробности о метриках

Жизненно важный вопрос нейробиологии заключается в том, как нейроны выравнивают свои постсинаптические структуры с пресинаптическими местами высвобождения. Хотя известно, что белки синаптической адгезии вносят свой вклад в этот процесс, роль нейротрансмиттеров остается неясной. Здесь мы выясняем, может ли биосинтез de novo и везикулярное высвобождение неканонического медиатора облегчить сборку соответствующих ему постсинапсов. Мы демонстрируем, что как в нейронах человека, полученных из стволовых клеток, так и в нейронах мыши in vivo чисто глутаматергической идентичности эктопическая экспрессия ферментов синтеза ГАМК и везикулярных транспортеров достаточна как для производства ГАМК из окружающего глутамата, так и для передачи его из пресинаптических терминалей. Это обеспечивает эффективное накопление и последовательную активацию постсинаптических ГАМК-рецепторов и создание полностью функциональных ГАМКергических синапсов, которые работают параллельно, но независимо от своих глутаматергических аналогов. Эти данные позволяют предположить, что пресинаптическое высвобождение нейромедиатора само по себе может сигнализировать об организации соответствующего постсинаптического аппарата, который можно напрямую модифицировать для перепрограммирования синаптической идентичности нейронов.

Нейроны общаются друг с другом через специализированные структуры, называемые синапсами. Как синапсы устанавливают и поддерживают свою идентичность, остается во многом неясным. Согласно одной из теорий, молекулы синаптической клеточной адгезии (SAM) запускают образование синапсов, способствуя транссинаптическим взаимодействиям между пре- и постсинаптическими компонентами1,2,3. В подтверждение этой гипотезы эктопическая экспрессия SAM может соответственно усиливать или индуцировать синаптогенез как в нейронах, так и в ненейрональных клетках4,5,6,7. Более того, сообщалось, что отдельные генетические делеции некоторых SAM уменьшают количество синапсов в разной степени, хотя они не устраняют полностью сборку синапсов8,9,10.

Интересно, что, несмотря на эти несколько примеров, модели конститутивного или условного нокаута (КО) для подавляющего большинства SAM не обнаруживают каких-либо масштабных нарушений в формировании синапсов и лишь влияют на их функциональное созревание, что иногда может приводить к последующей утрате синапсов. синапсы с течением времени11,12,13,14,15. Более того, SAM-зависимые механизмы еще не объяснили продукцию различных типов синапсов, поскольку несколько постсинаптических SAM, специфически локализованных либо в глутаматергических, либо в γ-аминомасляных кислотах (ГАМК)-ергических главных синапсах, часто могут взаимодействовать с общими пресинаптическими партнерами по связыванию, которые аналогичным образом распределяются в обоих типах синапсов16,17,18. Следовательно, альтернативные клеточные сигналы, отличные от SAM, могут быть либо в первую очередь, либо одновременно необходимы для синаптогенеза и надежного выравнивания комплементарного синаптического аппарата.

Вторая модель синаптогенеза предполагает, что высвобождение нейромедиаторов может напрямую модулировать этот процесс. В ответ на различные трансмиттеры, вырабатываемые в пресинаптических окончаниях, их постсинаптические компартменты рекрутируют отдельные классы рецепторов, которые придают синапсам функциональные свойства. Эта теория дополнительно подкрепляется исследованиями, показывающими, что удаление рецепторов ГАМКА (ГАМКАР) может ухудшить как морфологию, так и целевую специфичность подмножества ГАМКергических синапсов19,20. Дополнительные доказательства трансмиттер-зависимой постсинаптической организации были получены из недавних наблюдений, что различные котрансмиттеры, синтезируемые внутри одного нейрона, часто могут сегрегироваться на независимых пресинаптических окончаниях, которые контактируют с разными популяциями постсинаптических клеток21,22,23. Более того, некоторые нейроны могут даже переключаться между типами медиаторов в зависимости от активности, что, в свою очередь, изменяет уровни и состав соответствующих им рецепторов в постсинапсе24,25.

Возможно, наиболее убедительным доказательством синаптогенеза, индуцированного трансмиттером, являются два плодотворных исследования, демонстрирующие, что быстрый фотолиз «клеточного» глутамата и ГАМК вблизи дендритных ветвей может вызвать локальное накопление постсинаптических рецепторов и каркасных белков, что приводит к образованию незрелых синапсов, которые в конечном итоге могут интегрироваться в существующие нейронные цепи26,27. Это явление также было успешно воспроизведено на различных подтипах нейронов, расположенных в различных областях мозга животных широкого возрастного диапазона28,29,30. Однако остается неизвестным (i) могут ли такие механизмы действовать во время физиологически значимого пресинаптического высвобождения нейротрансмиттеров, (ii) претерпевают ли эти индуцированные трансмиттером зарождающиеся синапсы дальнейшее морфологическое и/или функциональное созревание, (iii) является ли трансмиттерная идентичность самого нейрона можно намеренно манипулировать с помощью экзогенных факторов, (iv) если изменение высвобождаемого нейромедиатора может напрямую привести к образованию различных типов синапсов, и (v) могут ли эти синапсы, индуцированные трансмиттером, также развиваться in vivo, особенно у живых животных. Ответ на эти вопросы может позволить понять фундаментальные принципы того, как синапсы формируются и приобретают свою идентичность.

10 ms) decay kinetics, as recorded from human neurons expressing indicated factor combinations. g, h Representative traces g and cumulative histogram of τ-decay h of sPSCs recorded from Ngn2-neurons co-expressing V57 factors, before (Ctrl) and after acute treatments with PTX and/or CNQX (as annotated). i–k. Cumulative probabilities (left) and average values (right) of sPSC half-width (i), amplitude (j), and event frequency (k), measured in the absence (Ctrl) or presence of inhibitors, PTX, CNQX, or both PTX + CNQX. All data are presented as means ± SEM, with number of cells patched / independent batches. Individual data-points are provided as color-matched open circles. For panels e, f, statistical significance was evaluated by Kruskal-Wallis test paired with post-hoc nonparametric Mann-Whitney U-test using Bonferroni correction (see Source Data). For i, j, k, Skewness and Kurtosis values (-2 >≈ and ≈ < 2) suggested normal distribution, as statistical significance was weighed by two-tailed, unpaired, Student's t-test, with ***P < 0.005; **P < 0.01; *P < 0.05; ns = not significant, P > 0.05. Multiple groups in panel k were also compared by an analysis of variance (one-way ANOVA) paired with post-hoc Tukey-Kramer test, and corresponding P-values were reported./p> = 3 consecutive presynaptic pulses, as recorded from indicated conditions. j Example traces (left) of EPSCs and IPSCs evoked by train of pulses (arrows); Insets are successive paired stimulations of presynaptic inputs with ∆t = 50 ms, presented as superimposed trials (6 consecutive paired-pulses, light shades) with average traces (dark shades). All PSC amplitudes normalized to corresponding 1st pulse (right). Both EPSCs and IPSCs manifested significant synaptic depression, but of a different magnitude possibly due to different extents of desensitization and/or saturation of postsynaptic AMPARs vs. GABAARs, and therefore, could not be directly compared as a proxy for presynaptic release probabilities. All numerical data are means ± SEM, with total number of neurons recorded/experimental batches, and data-points plotted as open circles. Statistical significances were evaluated either by two-tailed, unpaired, Student's t-test (Skewness and Kurtosis values −2 > ≈ and ≈ < 2), or two-sided, nonparametric Mann-Whitney U-test, for ***P < 0.005; *P < 0.05; ns = not significant, P > 0.05. Multiple groups were compared by one-way ANOVA (i, with P-value)./p>≈ and ≈ < 2), or two-sided, nonparametric Mann-Whitney U-test (Source Data), with ***P < 0.005; **P < 0.01; *P < 0.05; ns = not significant, P > 0.05./p>≈ and ≈ < 2). Hence, statistical significance was primarily assessed by two-tailed, unpaired, Student's t-test, with ***P < 0.005; *P < 0.05; ns = not significant, P > 0.05. Multiple groups (b and c) were compared by Kruskal-Wallis test paired with post-hoc nonparametric Mann-Whitney U-test, and corresponding P-values were reported./p>≈ and ≈ < 2. Statistical significance was assessed by two-tailed, paired, Student's t-test, with ***P < 0.005; *P < 0.05; ND = events not detected./p> 0.05./p>

= 3 biological replicates were used, and sample sizes were selected so that SEM ≈ < 1/10th of their respective means for most datasets. Except Figs. 3 and 5, investigators were not blinded to allocation during experiments or outcome assessments, because many assays required prior knowledge of drug identity during acute applications (Figs. 1, 2, 6, and 7), transgene combinations (Figs. 1 and 7), or sample collections and processing at specific time-intervals (Fig. 4)./p> ≈ and ≈ < 2), statistical evaluations between conditions were conducted using unpaired (paired for batchwise comparisons), two-tailed, Student's t-test (***P < 0.005; **P < 0.01; *P < 0.05; ns = not significant, P > 0.05); otherwise, two-sided, nonparametric Mann–Whitney U-test was performed as mentioned in the corresponding figure legends. For all groupwise assessments, the P-values of single-factor ANOVA (for near-normal data distribution) or Kruskal–Wallis test (for considerable deviations from normal distribution) were reported./p>